六、实验动物给药途径和方法
在动物实验中,为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化,常需将药物注入动物体内。给药的途径和方法是多种多样的,可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。
(一)皮下注射
注射时以左手拇指和食指提起皮肤,将连有5(1/2)号针头的注射器刺入皮下。皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧,豚鼠在后大腿的内侧或小腹部;大白鼠可在侧下腹部。兔在背部或耳根部注射。蛙可在脊背部淋巴腔注射。
(二)皮内注射
皮内注射时需将注射的局部脱去被毛,消毒后,用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧,在两指之间,用结核菌素注射器连4(1/2)细针头,紧贴皮肤表层刺入皮内,然后再向上挑起并再稍刺入,即可注射药液,此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
(三)肌肉注射
肌肉注射应选肌肉发达,无大血管通过的部位,一般多选臀部。注射时垂直迅速刺入肌肉,回抽针栓如无回血,即可进行注射。给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时,用左手抓住鼠两耳和头部皮肤,右手取连有5(1/2)针头的注射器,将针头刺入大腿外侧肌肉,将药液注入。
(四)腹腔注射
用大、小白鼠做实验时,以左手抓住动物,使腹部向上,右手将注射针头于左(或右)下腹部刺入皮下,使针头向前推 0.5~1.0cm,再以45度角穿过腹肌,固定针头,缓缓注入药液(图11-11),为避免伤及内脏,可使动物处于头低位,使内脏移向上腹。若实验动物为家兔,进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。
图11-11 小鼠腹腔注射方法
(五)静脉注射
1.兔:兔耳部血管分布清晰。兔耳中央为动物,耳外缘为静脉。内缘静脉深不易固定,故不用。外缘静脉表浅易固定,常用。先拔去注射部位的被毛,用手指弹动或轻揉兔耳,使静脉充盈,左手食指和中指夹住静脉的近端,拇指绷紧静脉的远端,无名指及小指垫在下面,右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入,移动拇指于针头上以固定针头,放开食指和中指,将药液注入(图11-12),然后拔出针头,用手压迫针眼片刻。
图11-12 家兔耳缘静脉注射方法
2.小白鼠和大白鼠:一般采用尾静脉注射,鼠尾静脉有三根,左右两侧及背侧各一根,左右两侧尾静脉比较容易固定,多采用,背侧一根也可采用,但位置容易固定。操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中,使尾巴露出,尾部用45~50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指和小指夹住尾巴的末梢,右手持注射器连4(1/2)号细针头,使针头与静脉平行(小于30℃),从尾下四分之一处(约距尾尖2-3厘米)处进针,此处皮薄易于刺入,先缓注少量药液,如无阻力,表示针头已进入静脉,可继续注入。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射,应尽可能从末端开始,以后向尾根部方向移动注射(图11-13)。
图11-13 小鼠尾静脉注射方法
3.狗:狗静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉(图11-14)或后肢小隐静脉(图11-15)注射。注射前由助手将动物侧卧,剪去注射部位的被毛,用胶皮带扎紧(或用手抓紧)静脉近端,使血管充盈,从静脉的远端将注射针头平行刺入血管,待有回血后,松开绑带(或两手),缓缓注入药液。
图11-14 狗前肢头静脉注射
图11-15 狗后肢小隐静脉注射
4.蛙(或蟾蜍):将蛙或蟾蜍脑脊髓破坏后,仰卧固定于蛙板上,沿腹中线稍左剪开腹肌,可见到腹静脉贴着腹壁肌肉下行,将注射针头沿血管平行方向刺入即可(图11-16)。
图11-16 蛙腹壁静静注射
几种常用的动物不同给药途径的注射量可参考表11-1。
表11-1 几种动物不同给药途径的常用注射量(毫升)
注射途径 | 小鼠 | 大鼠 | 豚鼠 | 兔 | 狗 |
腹 腔 | 0.2-1.0 | 1-3 | 2-5 | 5-10 | 5-15 |
肌 肉 | 0.1-0.2 | 0.2-0.5 | 0.2-0.5 | 0.5-1.0 | 2-5 |
静 脉 | 0.2-0.5 | 1-2 | 1-5 | 3-10 | 5-15 |
皮 下 | 0.1-0.5 | 0.5-1.0 | 0.5-2 | 1.0-3.0 | 3-10 |
(六)淋巴囊注射
蛙类常采用此法,因其皮下有数个淋巴囊,注入药物甚易吸收。腹部淋巴囊和头背淋巴囊常作为蛙类给药途径。一般多选用腹部淋巴囊给药。注射时将针头从蛙大腿上端刺入,经大腿肌层入腹壁肌层,再进入腹壁皮下,即进入淋巴囊,然后注入药液。有时也可采用胸淋巴囊给药。方法是将针头刺入口腔,使穿过下颌肌层入胸淋巴囊内注入药液,一次最大注射量为1毫升。蛙全身分布为咽、胸、背、腹侧、腹、大腿和脚等七个淋巴囊(图11-17)。
图11-17 蛙全身淋巴囊分布
(七)经口给药
在急性试验中,经口给药多用灌胃法,此法剂量准确,适用于小白鼠、大白鼠、家兔等动物。
1.小鼠、大鼠(或豚鼠)用输血针头或小号腰穿针头,将其尖端斜面磨剂,用焊锡在针尖周围焊一圆头,注意勿堵塞针孔,即成灌胃针;亦可用烧成圆头的硬质玻璃毛细管或特制的塑料毛细秋,作为导管。灌胃时将针按在注射器上,吸入药液。左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定,右手持注射器,将灌胃针插入动物口中,沿咽后壁徐徐插入食道。动物应固定成垂直体位,针插入时应无阻力。若感到阻力或动物挣扎时,应立即停止进针或将针拔出,以兔损伤或穿破食道以及误入气管。
一般当灌胃针插入小鼠3-4cm,大鼠或豚鼠4-6cm后可将药物注入。常用的灌胃量小鼠为0.2-1ml,大鼠1-4ml,豚鼠为1-5ml。
2.狗、兔、猫、猴 灌胃时,先将动物固定,再将特制的扩口器放入动物口中,扩口器之宽度可视动物口腔大小而定,如狗的扩口器可用木料制成长方形,长约10-15cm,粗细应适合狗嘴,约2-3cm,中间粘一小孔,孔的直途为5-10cm。灌胃时将扩口器放于上述动物上下门牙之后,并用绳将它固定于嘴部,将带有弹性的橡皮导管(如导尿管),经扩口器上的小圆孔插入,沿咽后壁而进入食道,此时应检查导管是否正确插入食道,可将导管外口置于一盛水的烧杯中,如不发生气泡,即认为此导管是在食道中,未误入气管,即可将药液灌入。
图11-18 狗灌胃方法
经我们大量实验,给狗、兔等动物灌胃时,可不用扩口器也能顺利将药液灌入胃内,狗灌胃时,用12号灌胃管,左手抓住狗嘴,右手中指由右嘴角插入,摸到最后一对臼齿后的天然空隙,胃管由此空隙顺食管方向不断插入约20cm,可达胃内,将胃管另一端插入水中,如不出气泡,表示确已进入胃,而没误入气管内,即可灌入。兔灌胃时,将兔固定在木制固定盒内左手虎口卡住并固定好兔嘴,右手取14号细导尿管,由右侧唇裂避开门齿,将导管慢慢插入,如插管顺利,动物不挣扎,插入约15cm时,即表示插入胃内,将药液注入。
各种动物一次灌胃能耐受的最大容积小鼠为0.5-1.0ml,大鼠4-7ml,豚鼠为4-7ml,家兔为80-150ml,狗为200-500ml。
(八)其它途径给药
1.呼吸道给药 呈粉尘、气体及蒸气或雾等症状存在药物或毒气,均需要通过动物呼吸道给药。如一般实验时给动物乙醚作吸入麻醉,给动物吸一定量的氨气、二氧化碳等观察呼吸、循环等变化;给动物定期吸入一定量的SO2。锯末烟雾等可造成慢性气管炎动物模型等;特别在毒物学实验中应用更为广泛。
2.皮肤给药 为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等,均需采用经皮肤给药方法。如家兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后,将一定药液涂在皮肤上,药液经皮肤吸收。
3.脊髓腔内给药 此法主要用于椎管麻醉或抽取脑脊液。
家兔椎管内注射方法:将家兔作自然俯卧式,尽量使其尾向腹侧屈曲,用粗剪将第七腰椎周围背毛剪去,用3%碘酊消毒,干后再用79%酒精将碘酒擦去。在兔背部髌骨脊连线之中点稍下方摸动第七腰椎间隙(第七腰椎与第一骶骨椎之间),插入腰椎穿刺针头。当针到达椎管内时(珠网膜下腔),可见到兔的后肢跳动,即证明穿刺针头已进入椎管。这时不要再向下刺,以兔损伤脊髓。固定好针头,即可将药物注入。
4.小脑延髓池给药 此种给药都是在动物麻醉情况下进行的。而且常采用大动物如狗等,小动物很少采用。将狗麻醉后,使狗头尽量向胸部屈曲,用左手摸到其第一颈椎上方的凹陷(枕骨大孔),固定位置,右手取7号钝针头(将针头尖端麻钝),由此凹陷的正中线上,顺平行狗的方向,小心地刺入小脑延髓池。当针头正确刺入小脑延髓池时,注射者会感到针头再向前穿时无阻力,同时可以听到很轻的“咔嚓”一声,即表示针头已穿过硬脑膜进入小脑延髓池,而且可抽出清亮的脑脊液,注射药物前,先抽出一些脑脊液,抽取量根据实验需要注入多少药液决定,即注入多少抽取多少,以保持原来脑脊髓腔里的压力(图11-19)。
图11-19 狗小脑延髓池给药
5.脑内给药 此法常用于微生物学动物实验,将病原体等接种于被检动物脑内,然后观察接种后的各种变化。小鼠脑内给药时,选套有塑料管、针尖露出2mm深的5(1/2)针头,由鼠正中额部刺入脑内,注入药物或接种物。给豚鼠、兔、狗等进行脑内注射时,须先用穿颅钢针穿透颅骨,再用注射器针头刺入脑部,再徐徐注入被检物。注射速度一定要慢,避免引起颅内压急骤升高。
6.直肠内给药 此种给药方法常用于动物麻醉。家兔直肠内给药时,取灌肠用的胶皮管或用14号导尿管代替。在胶皮管或导尿管头上涂上凡士林,由助手使兔蹲卧于桌上,以左臂及左腋轻轻按住兔头及前肢,以左手拉住兔尾,露出肛门,并用右手轻握后肢,实验者将橡皮管插入家兔肛门内,浓度约7~9cm,如为雌性动物,注意勿误插入阴道(肛门紧接尾根)。橡皮管插好后,将注射器与橡皮管套紧,即可灌注药液。
7.关节腔内给药 此种方法常用于关节炎的动物模型复制。兔给药时,将兔仰卧固定于兔固定台上,剪去关节部被毛,用碘酒或酒精消毒,然后用手从下方和两旁将关节固定,把皮肤稍移向一侧,在膑韧带附着点处上方约0.5厘米处进针。针头从上前方向下后方倾斜刺进,直至针头遇阻力变小,然后针头稍后退,以垂直方向推到关节腔中。针头进入关节腔时,通常可有好象刺破薄膜的感觉,表示针头已进入膝关节腔内,即可注入药液。动物最大给药量可参考表11-2。
表11-2 常用实验动物的最大给药量和使用针头规格
动物名称 | 项 目 | 灌 胃 | 皮下注射 | 肌肉注射 | 腹腔注射 | 静脉注射 |
小白鼠 | 最大给药量 使用针头 | 1ml 9(钝头) | 0.4ml 5(1/2) | 0.4ml 5(1/2) | 1ml 5(1/2) | 0.8ml 4 |
大白鼠 | 最大给药量 使用针头 | 1ml 静脉切 开 针 | 1ml 6 | 0.4ml 6 | 2ml 6 | 4ml 5 |
鼠 | 最大给药量 使用针头 | 3ml 静脉切 开 针 | 1ml 6(1/2) | 0.5ml 6(1/2) | 4ml 7 | 5ml 5 |
兔 | 最大给药量 使用针头 | 20ml 10号 导尿管 | 2ml 6(1/2) | 2ml 6(1/2) | 5ml 7 | 10ml 6 |
猫 | 最大给药量使用针头 | 20ml 10号 导尿管 | 20ml 7 | 2ml 7 | 5ml 7 | 10ml 6 |
蛙 | 淋巴囊注射 最大注射量 1ml/只 |
- 实验动物给药途径和方法《实验动物科学》
- 实验动物肺和肝脏分叶数《实验动物科学》
- 实验动物管理机构和专业人员要求暂行条例《实验动物科学》
- 实验动物繁殖生理数据《实验动物科学》
- 实验动物和动物试验管理规程《中国生物制品规程》
- 实验动物对辐射效应的影响《实验动物科学》
- 实验动物和人各类正常组织细胞分裂间期各进相的时间《实验动物科学》
- 实验动物段肠的长度和体长的比例《实验动物科学》
- 实验动物和人胃肠道各段重量和大小《实验动物科学》
- 实验动物的自发性和诱发性骨髓瘤《实验动物科学》
- 实验动物红细胞总数、压积、体积、大小和血红蛋白浓度《实验动物科学》
- 实验动物的抓取固定方法《实验动物科学》
- 实验动物呼吸器官相对形态特点及外在气体代谢《实验动物科学》
- 实验动物的肿瘤学特点《实验动物科学》
- 实验动物及动物实验设施的要求《实验动物科学》
- 实验动物的应用《实验动物科学》
- 实验动物及人体表面积比例《实验动物科学》
- 实验动物的营养需要量《实验动物科学》
- 实验动物脊椎骨的数量《实验动物科学》
- 实验动物的循环时间《实验动物科学》
- 实验动物寄生虫检测等级标准《实验动物科学》
- 实验动物的随机分组方法《实验动物科学》
- 实验动物科学的研究范围《实验动物科学》
- 实验动物的饲育管理《实验动物科学》
- 实验动物科学发展意义《实验动物科学》
- 实验动物的麻醉《实验动物科学》
- 实验动物科学在生物医学发展中的作用《实验动物科学》
- 实验动物的进口与出口管理《实验动物科学》
- 实验动物免疫反应的特点《实验动物科学》
- 实验动物的检疫和传染病控制《实验动物科学》
- 实验动物器官和血浆中儿茶酚胺含量《实验动物科学》
《实验动物科学》
- 第一章 实验动物科学绪论
- 第一节 研究范围和发展意义
- 第一节 国内外实验动物科学发展情况
- 第二节 实验动物科学在生物医学发展中的作用
- 第三节 动物的类群和生物学分类上的位置
- 第四节 实验动物的分类方法
- 第二章 常用实验动物的特点及应用
- 第一节 小鼠(Mouse;Musculus)
- 第二节 大鼠(Rat;Rattus norregicus)
- 第三节 豚鼠(Guine-pig;Cavia porcellus)
- 第四节 地鼠(Hamster)
- 第五节 家兔(Rabbit,Oryctolagus curiculus)
- 第六节 狗(Dog;Canis familiaris)
- 第七节 猴(Monkeys)
- 第八节 猫(Cat;Felis Catus)
- 第九节 猪(Swine;Sus scrofa)和小型猪
- 第十节 其他实验动物
- 第三章 近交系动物的特点及应用
- 第一节 近交和近交系
- 第二节 近交系的特征和应用意义
- 第三节 近交系的培育技术
- 第四节 近交品系的命名法
- 第五节 近交系的新进展
- 第六节 常用近交系动物品系特征
- 第四章 突变系动物的特点及应用
- 第一节 突变系动物的基本概念
- 第二节 突变品系的模型性状
- 第三节 带病理模型性状的突变株
- 第四节 突变基因的特点
- 第五节 无胸腺裸鼠特点及应用
- 第五章 杂交群和封闭群动物的特点及应用
- 第一节 杂交群动物(F1)的特点及应用
- 第二节 封闭群动物的特点及应用
- 第六章 无菌动物、悉生动物和无特定病原体动物的特点及应用
- 第一节 无菌动物
- 一、无菌动物的基本概念
- 二、无菌动物的发展
- 三、无菌动物的特征
- 四、无菌动物技术
- 五、无菌动物的饲料和饲育装置
- 六、无菌动物的检查
- 七、无菌动物在生物医学研究中的应用
- 第二节 悉生动物
- 第三节 无特定病原体动物
- 第七章 野生动物在生物医学研究中的应用
- 第一节 开发野生动物的意义
- 第二节 黑线仓鼠
- 第三节 长爪沙鼠
- 第四节 树鼩
- 第五节 鼠兔
- 第六节 棉鼠
- 第七节 九带犰狳
- 第八节 黑线姬鼠、大仓鼠
- 第九节 有开发价值的其他野生动物
- 第八章 生物医学研究中实验动物的选择
- 第一节 选择原则和方法
- 一、选用与人的机能、代谢、结构及疾病特点相似的实验动物
- 二、选用遗传背景明确,具有已知菌丛和模型性状显着且隐定的动物
- 三、选用解剖、生理特点符合实验目的的要求的动物
- 四、选择不同种系实验动物存在的某些特殊反应
- 第二节 各类实验动物选择索引
- 第九章 生物医学研究中的动物模型
- 第一节 动物模型的意义和优越性
- 第二节 动物模型的分类
- 第三节 动物模型的设计原则和注意事项
- 第四节 动物模型的复制方法
- 第十章 生物医学重点研究课题中的实验动物选择与应用
- 第一节 免疫学研究中实验动物的选择与应用
- 第二节 单克隆抗体研究中实验动物的选择与应用
- 第三节 肿瘤学研究中实验动物的选择和应用
- 第四节 放射生物学研究中实验动物的选择和应用
- 第五节 药理学研究中实验动物的选择与应用
- 一、中枢神经系统药理学研究中的选择与应用
- 二、传出神经药理学实验中的选择与应用
- 三、心血管系统药理实验中的选择与应用
- 四、消化系统药理实验中的选择与应用
- 五、呼吸系统药理实验中的选择与应用
- 六、泌尿系统药理实验中的选择与应用
- 第六节 口腔医学研究中实验动物的选择与应用
- 第七节 计划生育研究中实验动物的选择和应用
- 第八节 微循环研究中实验动物的选择和应用
- 第九节 皮肤病学研究中实验动物的选择与应用
- 第十节 病毒学研究中实验动物的选择与应用
- 第十一节 老年病研究中实验动物的选择与应用
- 第十二节 中医中药研究中实验动物的选择与应用
- 第十一章 生物医学研究的基本途径、方法和影响因素
- 第一节 生物医学研究的基本途径
- 第二节 动物实验基本方法
- 一、动物实验的常用方法
- 二、实验动物的抓取固定方法
- 三、实验动物编号标记方法
- 四、实验动物的随机分组方法
- 五、实验动物被毛的去除方法
- 六、实验动物给药途径和方法
- 七、实验动物用药量的确定及计算方法
- 八、实验动物的麻醉
- 九、实验动物采血方法
- 十、急性动物实验中常用的手术方法
- 十一、实验动物的急救措施
- 十二、实验动物的处死方法
- 第三节 影响动物实验效果的动物因素
- 第四节 影响动物实验效果的动物饲养环境和营养因素
- 第五节 影响动物实验效果的动物实验技术环节因素
- 第十二章 实验动物常用的各种生物学数据
- 第一节 一般生物学数据
- 一、实验动物染色体数目
- 二、实验动物繁殖生理数据
- 三、实验动物组织生长和细胞更新数据
- 四、哺乳动物和人的细胞更新速度
- 五、实验动物和人各类正常组织细胞分裂间期各进相的时间
- 六、哺乳动物和人全身照射的半致死量
- 七、哺乳动物平均寿命和最长寿命
- 八、哺乳动物和人的水代谢期与寿命的关系
- 九、狗与人的年龄对应
- 十、实验动物正常新陈代谢率
- 十一、哺乳动物和人产热量和水半代谢期
- 第二节 生理学数据
- 一、实验动物红细胞总数、压积、体积、大小和血红蛋白浓度
- 二、实验动物白细胞总数、分类计数及血小板数
- 三、实验动物正常骨髓象数值
- 四、实验动物血容量、心率、心输出量
- 五、实验动物全血、血浆、红细胞的容量和静脉血比容
- 六、实验动物血液温度、酸碱度、粘稠度、比重和体温数据
- 七、实验动物血细胞脆性、沉降速度和凝血时间
- 八、实验动物正常血压数值
- 九、实验动物的循环时间
- 十、实验动物心电图正常参考数值(间期)
- 十一、实验动物心电图正常参考数值(波辐电压)
- 十二、实验动物正常心率时心脏周期情况
- 十三、实验动物血液动力学指标数值
- 十四、通气量、耗气量
- 十五、实验动物呼吸器官相对形态特点及外在气体代谢
- 十六、实验动物饲料、饮水要求量和排便排尿量
- 十七、哺乳动物肾的结构与浓缩能力
- 十八、各种动物尿比重
- 第三节 生物化学数据
- 一、实验动物血液中葡萄糖、果糖含量
- 二、实验动物血液中蛋白结合糖总量及分布
- 三、实验动物血中糖代谢产物含量
- 四、实验动物血清脂蛋白及其成分
- 五、实验动物血中脂肪、脂肪酸、甘油酯、胆固醇、胆固醇酯含量
- 六表12-41实验动物血液中磷脂总量及其分类值[SB][60][/SB]
- 七、实验动物血中磷脂总量及其分类值
- 八、实验动物血中氧和二氧化碳含量、二氧化碳压力、钠、氯离子浓度、水及蛋白质含量
- 九、实验动物血浆总蛋白、白蛋白、球蛋白、纤维蛋白原含量
- 十、实验动物血浆蛋白分类值
- 十一、实验动物血中游离氨基酸含量
- 十二、实验动物血中非蛋白氮、尿素、尿酸含量
- 十三、实验动物血中蛋白质代谢产物含量
- 十四、实验动物血及器官中5-羟色胺含量
- 十五、实验动物器官和血浆中儿茶酚胺含量
- 十六、实验动物血及器官中乙酰胆碱含量
- 十七、实验动物器官中RNA和DNA含量
- 十八、实验动物血及器官中腺苷酸含量
- 十九、实验动物血中吡啶核苷酸、辅羧酶、磷酸吡哆醛、碱性磷酸酶含量
- 二十、实验动物组织与器官中细胞色素氧化酶活性
- 二十一、实验动物器官与组织中琥珀酸脱氢酶含量
- 二十二、实验动物器官与组织中乳酸脱氢酶的活性
- 二十三、实验动物血清与器官中乳酸脱氢酶同功酶的活性
- 二十四、实验动物器官中脱氢酶活性
- 二十五、实验动物血液中氧化还原酶活性
- 二十六、大白鼠器官及血中转氨酶活性
- 二十七 兔、豚鼠器官与血中转氨酶活性
- 二十八、实验动物血及器官中转换酶活性
- 二十九、实验动物血及器官中碱性和酸性磷酸酶活性
- 三十、实验动物器官及血中水解酶活性
- 三十一、实验动物血液中胆碱酯酶活性
- 三十二、实验动物器官与组织中胆碱酯酶活性
- 三十三、实验动物器官与血中醛缩酶及碳酸酐酶活性
- 三十四、实验动物血中维生素A、胡萝卜素、维生素C与D、胆碱、肌醇含量
- 三十五、实验动物血中维生素B1、B2、B6、B12及烟酸、泛酸、叶酸含量
- 三十六、实验动物血液中无机磷、有机磷、铁的含量
- 三十七、实验动物血液中钾、钠、钙、氯、镁含量
- 三十八、实验动物血液中硫、碘、铜、锌、钴、溴、氟含量
- 三十九、实验动物生化指标综合参考值
- 第四节 脏器重量、长度和其他数据
- 附1 实验动物管理条例
- 附2 医学实验动物合格证暂行条例(北京)
- 《北京医学实验动物检定暂行标准》
- 参考文献